Способы взятия крови у крыс
У крыс небольшое количество крови удается взять из ушных раковин. Для этого помощник левой рукой фиксирует крысу, крепко зажимая конечности, а большим и указательным пальцами натягивает кожу шеи, сдавливая сосуды этой области и создавая застой крови и гиперемию ушных раковин. Из ушной раковины возможны повторные заборы крови через 3—5 суток. Содержание эритроцитов, лейкоцитов и лейкоцитарная формула крови при повторных взятиях крови из ушной раковины крыс остается без изменений, в то время как при повторных взятиях крови после ампутации кончика хвоста из-за возникающей воспалительной реакции увеличивается число лейкоцитов. Для забора крови из бедренной или яремной вен крыс подвергают наркозу.
Для получения больших количеств крови прибегают у взрослых крыс к пункции хвостовой вены. Хвост обогревают теплой водой, дезинфицируют; вену сдавливают у корня хвоста, вводят в сосуд иглу и шприцем отсасывают кровь. Нередко ДЛЯ взятия крови обрезают кончик хвоста, после чего собирают кровь, вытекающую из раны. Из кончика хвоста удается получить значительное количество крови, вакуумно отсасывая ее. Однако, чтобы взять кровь из вен хвоста, не обязательно отрезать его кончик. Для этого достаточно острой бритвой сделать надрез кончика хвоста наискось, по спирали. Такая рана менее травматична, она быстро заживает.
Кровь из бедренной вены берут под наркозом. Вену отпрепаровывают, вскрывают. Из вскрытого сосуда кровь накопляется в ране. После взятия крови рану тампонируют и зашивают.
Весьма удобно брать кровь у крыс, а также у других мелких лабораторных животных из ретробульбарного венозного сплетения при помощи пастеровской микропипетки (кончик пипетки должен быть слегка заточенным и иметь в диаметре не более 1 мм). Для этого наркотизированную крысу захватывают левой рукой за кожу шеи большим и указательным пальцами, а другими пальцами надежно удерживают за кожу спины. Микропипетку берут в правую руку. Концом пипетки пробуравливающими движениями прокалывают конъюнктиву внутреннего угла глаза и проводят ее на глубину 1—2 мм за глазное яблоко, где находится венозное сплетение. При правильном введении в капилляр микропипетки из ретроорбитального сплетения самотеком поступает кровь. При необходимости взять, большое количество крови следует натянуть кожу в области шеи, чтобы сдавить яремные вены и создать венозный застой, т.е. повысить венозное давление в ретроорбитальном венозном сплетении (рис. 78). При взятии крови из венозного сплетения глазницы необходимо следить, чтобы в пипетку не попала слезная жидкость. Описанный способ прост, позволяет брать кровь при хронических наблюдениях. Редко возникают осложнения в виде повреждения глаза и его слепоты.
Источник
Способ забора крови у крыс из периферических вен хвоста
Владельцы патента RU 2719912:
Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальной медицине. Смачивают тканную салфетку в воде температурой 45°С. Салфетку отжимают и обертывают вокруг хвоста крысы по всей длине. Проводят 3 цикла прогревания по 15 с. Производят забор крови из хвостовой вены. Способ позволяет получить достаточный объем крови для дальнейшего исследования, возможность повторного забора крови через короткий промежуток времени, максимально уменьшить травматизацию тканей хвоста крысы, обеспечить отсутствие загрязнения полученной крови чужеродными частицами, свести к минимуму количество осложнений.
Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальной медицине, и может быть использовано для быстрого забора крови высокого качества у лабораторных животных.
Кровь у крыс, которую забирают для оценки биохимического и клеточного состава крови, может быть получена различными способами. Способы забора крови различаются по количеству забираемой крови — тотальные (терминальные) и нетерминальные, по месту, откуда ведется забор крови, а также по тому, требует ли данный способ наркоза или нет. Наиболее часто забор крови ведут из ретроорбитального венозного сплетения, большой подкожной вены и вен хвоста.
Существуют различные способы взятия крови у крыс, однако, известные способы обладают рядом недостатков: они достаточно травматичны (вплоть до гибели животного), не позволяют получить должного количества крови за один забор, либо состав крови не соответствует желаемому.
Описан способ забора крови из подкожных вен конечностей /Иванова Д.Ю. Сравнительный анализ методов взятия проб крови у экспериментальных крыс // 1, Научное сообщество студентов XXI столетия. Естественные науки: сб. ст. по мат. XLII междунар. студ. науч.-практ. конф. №6(41)/. Процедура обычно выполняется без общей анестезии, но для ее выполнения необходимо надежно зафиксировать животное. На лапке в области кисти бритвой делают разрез и просовывают ее сквозь резиновую манжетку в толстостенную пробирку (гусек), из которой вакуумным насосом откачивают воздух. Кровь собирается на дне пробирки.
Недостатки данного способа заключаются в том, что длительная иммобилизация животного без общей анестезии в рамках подготовки к забору значительно стрессирует животное, что изменяет клеточный и биохимический состав крови. Процедура довольно травматична — в некоторых случаях после данной процедуры животное может хромать, щадя травмированную конечность, что нарушает нормальную жизнедеятельность.
Существует способ забора крови из яремной вены /2, Способ взятия крови из яремной вены А.Л. Валентюкевич, Н.А. Тарасов, К.Д. Лапчук // Сборник материалов конференции студентов и молодых ученых, посвященной 90-летию со дня рождения профессора Борец Валентины Максимовны, 20-21 апреля 2017 г., [Гродно] / М-во здравоохранения Респ. Беларусь, УО «Гродн. гос. мед. ун-т»; отв. ред. В.А. Снежицкий. — Гродно: ГрГМУ, 2017. — С. 90. — 1 эл. опт. диск/. Под эфирным наркозом по закрытом контуру производят удаление шерсти (выщипывание с последующим выбриванием) и обработку раствором септоцида подчелюстной области. Производят разрез кожи длиной до 1 см параллельно и ниже нижней челюсти, отступая от последней расстояние длиной 3-5 мм. Разводят края раны зажимом, в ране четко визуализируется яремная вена, имеющая диаметр до 3 мм. Скальпелем производят вскрытие яремной вены, после чего кровь самотеком поступает в предварительно подставленные к краям раны пробирки. После взятия крови рану тампонируют и зашивают.
Такая процедура взятия крови имеет ряд недостатков, таких как сложность процедуры, возможность образования сгустка, гемолиз, большая травматичность и долгий период восстановления животного после вмешательства.
Существует способ забора крови из ретроорбитального венозного сплетения /3, Методические рекомендации по освоению дисциплины «Молекулярные основы рецепции фармакологических агентов». Образовательная программа «Фармакология, клиническая фармакология». Направление подготовки 30.06.01 Фундаментальная медицина/ М.В. Черников, М.А. Оганова. — Пятигорск: ПМФИ — филиал ГБОУ ВПО ВолгГМУ, 2015. — 68 с.//. Методика отличается скоростью проведения процедуры — за короткое время можно собрать образцы крови у большой группы животных. Наркотизированную крысу захватывают левой рукой за кожу шеи большим и указательным пальцами, а другими пальцами надежно удерживают за кожу спины. Микропипетку берут в правую руку. Концом пипетки пробуравливающими движениями прокалывают конъюнктиву внутреннего угла глаза и проводят ее на глубину 1-2 мм за глазное яблоко, где находится венозное сплетение. При правильном введении в капилляр микропипетки из ретроорбитального сплетения самотеком поступает кровь.
К недостаткам данного способа относят высокий риск осложнений — от воспалений в области глазницы до слепоты. Возможно загрязнение образцов крови слезной жидкостью или местноанестезирующим препаратом. Повторный забор крови возможен не менее, чем через 10 дней после процедуры.
Есть способ взятия крови путем пункции хвостовой вены /4, Сюрин В.Н. Методы лабораторной диагностики и вирусных болезней животных: справочник. М.: Агропромиздат, 1986. — 351 с./. Перед взятием крови опускают хвост в теплую +35°С (по некоторым данным в очень горячую 45-50°С) воду или натирают 70%-ым этиловым спиртом (ксилолом или толуолом), а затем сдавливают вену у корня хвоста. Для пункции применяют шприц или катетер-бабочку. Кровь насасывают, создавая небольшое отрицательное давление в шприце, чтобы избежать разрушения форменных элементов крови. После процедуры хвост обрабатывают дезинфицирующим средством. Данный способ используем в качестве прототипа.
Недостатки данного способа — возможность ожога хвоста, что приводит к повреждению его тканей вплоть до некроза. Хвост в процессе работы остывает, потому взятие крови с течением времени утрачивает свою эффективность.
Техническая проблема, решаемая данным изобретением, состоит в создании минимально травматичного для крысы способа получения достаточного количества крови для дальнейшего исследования, снижая риск загрязнения крови чужеродными элементами. А также возможность повторного забора крови через небольшой промежуток времени.
Сущность способа заключается в том, что при использовании тканного полотна, предварительно смоченного в воде, подогретой до 45°С, происходит равномерное прогревание хвоста крысы, путем обертывания отжатой ткани вокруг хвоста, вследствие чего расширяются хвостовые сосуды. Проводят 3 цикла прогревания по 15 с. Это способствует ускорению процесса забора крови и лучшей визуализации сосудов для последующего их прокола. В дальнейшем используют жгут, путем накладывания на основание хвоста. Иглу вводят на 1/3 в вену под углом 15°, отводят поршень на себя для уточнения проникновения. После производят снятие жгута и повторно отводят поршень. Допустимый забираемый объем крови при этом способе — до 1 мл.
Способ забора крови у крыс из периферических вен хвоста осуществляется по следующему плану. Крысу извлекают из клетки, удерживая ее за основание хвоста, помещают на ровную поверхность и фиксируют ее. Фиксация производится с помощью различных устройств или ручным способом: животное с умеренной силой придавливают к поверхности стола, держа за шкуру на спине, тем самым, обездвиживая его. Емкость объемом 300 мл предварительно заполняют водой, которую подогревают до температуры 45°С. Тканую салфетку помещают в нагретую воду и слегка отжимают. Салфетку помещают на ровную поверхность и визуально делят на две части. На первой части размещают хвост, второй частью ткани закрывают хвост сверху, таким образом, хвост оказывается внутри салфетки. Длительность прогрева хвоста — 15 секунд. Манипуляция повторяется 3 раза. С помощь тканевого полотна достигается равномерный нагрев поверхности хвоста. Это способствует притоку крови и, следовательно, расширению сосудов. После проведенных действий начинается этап непосредственно взятия крови из хвостовой вены: на основании хвоста фиксируют отрезок эластичной резиновой материи шириной 1-2 мм, которая пережимает сосуды и является аналогом жгута. Производят обработку хвоста дезинфицирующим раствором. При осмотре хвоста необходимо обнаружить сосуд, прокол которого будет в последующем осуществляться. После идентификации вены выполняют ее прокол под углом 15° шприцом объемом 1 мл с иглой 27G и продвигают иглу на 1/3. Далее тянут поршень на себя; наличие крови в шприце — индикатор нахождения иглы в полости вены. Вслед за этим жгут развязывают, и поршень повторно тянут на себя. В этом момент кровь должна поступать в шприц. Допустимый объем взятой крови — до 1 мл. После того, как кровь набрана, шприц с иглой извлекают и обрабатывают область прокола дезинфицирующим раствором.
Способ забора крови у крыс из периферических вен хвоста осуществляется двумя путями: с применением наркоза и без. В первом случае на крысе после того, как ее вытаскивают из клетки, используют препараты для наркоза с различными способами введения: ингаляционно, внутрибрюшинно, орально, подкожно и внутримышечно. Все дальнейшие действия осуществляются по вышеописанному алгоритму.
Изобретение было проверено путем успешного взятия по 1 мл венозной крови у 55 половозрелых белых крыс линии Wistar. Было произведено количественное исследование клеток крови в камере Горяева и при микроскопии мазков крови, предварительно окрашенных по Романовскому-Гимзе. Окраска осуществлялась путем фиксации в растворе эозина метиленового синего по Май-Грюнвальду — 5 минут и непосредственно окрашивания в растворе азур-эозина по Романовскому — 10 минут. Данные электронной микроскопии демонстрировали сохранение структур клеток, отсутствие посторонних частиц.
В сравнение с прототипом, предлагаемый способ обладает рядом преимуществ. В прототипе хвост опускают в горячую воду. Частое воздействие непосредственно горячей воды приводит к ожогам и даже некрозу. При некрозе состав крови сильно изменяется — как в клеточном отношении, так и в биохимическом. Использование тканой салфетки позволяет удобно регулировать температуру прогрева. Если хвост остыл в процессе забора крови, и это мешает работе, то салфетку можно повторно опустить в воду и обернуть ею хвост. В прототипе, где салфетка не используется, пришлось бы вытаскивать иглу из хвоста, хвост помещать обратно в воду, после этого повторно проводить прокол. Повторное нарушение целостности структур хвоста приводит к уменьшению объема крови в проколотом сосуде вследствие стресса и активации систем гемостаза. Далее, в прототипе описан вариант способа, где используется ксилол и толуол для протирания хвоста. Ксилол и толуол относят к высокотоксичным веществам. Они могут привести к гибели животного, не говоря о том, что они впитываются и попадают в кровь, тем самым, загрязняет ее и опять-таки изменяет клеточный состав разными механизмами. Использование салфетки позволяет избежать такое явление, как токсинемия — загрязнение крови токсинами — и ее последствий.
Технический результат от использования способа — получение достаточного объема крови для дальнейшего исследования, максимальное уменьшение травматизации тканей хвоста крысы, отсутствие загрязнения полученной крови чужеродными частицами, сведение к минимуму количества осложнений, возможность повторного забора крови через короткий промежуток времени.
Способ забора крови у крыс из периферических вен хвоста, включающий прогрев хвоста и забор крови из хвостовой вены, отличающийся тем, что прогрев осуществляют при помощи тканой салфетки, которую смачивают в воде температурой 45°С, отжимают и обертывают вокруг хвоста по всей длине на 15 секунд, при этом процедуру повторяют 3 раза.
Источник
группа компаний «ВИВАРИЙ»
СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ МЕТОДОВ ВЗЯТИЯ ПРОБ КРОВИ У ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ КРЫС
Иванова Дарья Юрьевна
студент 3 курса, факультета ветеринарной медицины ОмГАУ, г. Омск
Научный руководитель Хониниа Глина Васильевна
канд. ветеринарных наук, доцент ОмГАУ, г. Омск
Научный руководитель Выставной Александр Леонидович
канд. ветеринарных наук, доцент ОмГАУ, г. Омск
Крысы являются одним из самых популярных видов животных, применяемых для разного рода лабораторных испытаний и исследований. Использование их организма в качестве биологической модели обусловлено рядом факторов, например, таких как высокая плодовитость, относительно короткий срок онтогенеза, неприхотливость в содержании, а также тот факт, что геном крысы и человека имеют 90% общих генов. Кроме того, крысы имеют большую физиологическую схожесть с человеком, нежели их главные конкуренты мыши [8].
Для исследовательских целей на данный момент существует большое количество линий разведения крыс. Таких животных отличает склонность к определённым патологиям, реакция на воздействие того или иного фактора либо другие программируемые параметры. Использование линейных животных позволяет в приемлемые сроки выявить определённый стандартный ответ организма животного на факторы воздействия.
При оценке результатов исследования используют большое количество показателей состояния организма крысы. Благодаря техническому прогрессу, методы исследования организма животного имеют широчайший спектр, однако большинство испытаний не обходится без анализа крови. Анализ крови позволяет наиболее точно составить общую картину морфологического и функционального состояния тканей, органов и систем организма. В этой связи особо остро стоит вопрос о точности и достоверности данного анализа. Большую роль здесь играет метод забора крови. Главными рисками, влекущими искажение данных, являются применение препаратов для анестезии и средств, вызывающих гиперемию, посторонние биологические жидкости (например, при декапитации), попадание микрофлоры и т.д. Важно иметь в виду, что каждый организм и процессы, протекающие в нём, уникальны. Поэтому авторам представляется весьма важным использование проб крови в течение эксперимента от одних и тех же животных. Информация мониторинга показателей крови в таком случае будет наиболее информативна и достоверна.
При взятии крови необходимо учитывать, что в разных участках тела (хвост и тушка) количество форменных элементов крови значительно разнится, поэтому следует брать кровь в течение всего эксперимента из одного и того же сосуда или группы сосудов, приблизительно в одно и то же время, как правило, натощак. Повторное взятие крови у лабораторных животных для общего анализа крови следует производить не чаще чем через 2 недели, особенно в случае неспецифического воздействия химических веществ [5, с. 25].
С целью выбора наиболее подходящего метода забора крови для анализа нами были рассмотрены на практике и проанализированы существующие на данный момент в лабораторной практике методы взятия крови у крыс. Прежде всего стоит сказать, что методы взятия крови по отношению к применению анестезии (наркоза) принято подразделять на методы взятия крови, не требующие наркоза, и методы взятия крови, требующие наркоза.
Также методы взятия крови принято подразделять на терминальные (тотальные) и нетерминальные. При терминальном заборе крови происходит тотальное обескровливание животного, а при нетерминальном жизнь животному сохраняют. Как правило это деление весьма условно и во многом зависит от целей исследования и от требуемого объёма крови, хотя и существуют строго терминальные методы, например, пункция каудальной полой вены или брюшной аорты. Для более точной оценки результатов исследования, по мнению авторов, всё же следует производить мониторинг показателей крови одного и того же животного на протяжении всех этапов эксперимента, тем более, что для современных биохимических анализаторов требуется очень малое количество сыворотки крови, измеряемое в микролитрах.
К методам, не требующим наркоза относятся взятие крови:
1.путём надреза кончика уха;
2.путём прокола или надреза лап по Г.В. Фёдорову;
3.путём надреза десны по В.H. Зильфяну и В.А. Кумкумджяну;
4.путём надреза хвоста;
5.путём пункции вены хвоста (v. caudalis);
6.путём пункции латеральной вены сафена (v. saphenalateralis/parva);
7.путём пункции дорсальной вены стопы (v. dorsalispedis).
Из ушных раковин у крыс или проколе подушечки лапы удается взять крайне небольшое количество крови (буквально 1-2 капли), а повторные заборы возможны через 3-5 суток. Для предупреждения быстрого свертывания крови ушную раковину можно смазать тонким слоем парафина. При этом, как утверждают литературные данные, содержание эритроцитов, лейкоцитов и лейкоцитарная формула крови остается без изменений [6].
Сделав надрез лапы (кисти) у крыс можно получить около 1 мл крови. С этой целью лучше использовать пробирку с резиновой манжетой, где поддерживается отрицательное давление [6].
При взятии крови из десны необходимо туго собрать складку кожи на затылке крысы, чтобы создать условие венозного застоя крови в области головы. Затем десну обрабатывают ватным тампоном, чтобы удалить слюну, и совершают надрез между резцами. В образовавшемся кармане скапливается кровь, которую аккуратно собирают пипеткой. По словам авторов данной методики, показатели собранной таким образом крови не отличаются от результатов крови, полученной из вены хвоста. Однако, дынный факт вызывает сомнения, поскольку велик риск попадания слюны, частичек пищи и микрофлоры ротовой полости в пробы крови, что может отразиться на результатах исследования. Кроме того, подобным образом удалось получить лишь несколько капель крови.
Взятие крови из хвоста можно осуществить различными путями, исходя из требуемого объёма крови, необходимого для анализа. Для получения нескольких капель для изготовления мазка делают косой надрез кончика хвоста над просвечивающей веной на глубину 1-2 мм, предварительно обработав корень хвоста спиртом. Для получения малых объёмов можно использовать циркулярный надрез. При повторных взятиях крови надрезы производят на расстоянии 1-1,5 см от предыдущих по направлению к концу хвоста [4, с. 15].
В больших объёмах удаётся получить кровь путём пункции хвостовой вены. Перед взятием крови необходимо опустить хвост в тёплую +35°C (по некоторым данным в очень горячую 45-50°С) воду или натереть 70%-ым этиловым спиртом (ксилолом или толуолом), а затем сдавить вену у корня хвоста [7]. Для пункции применяют шприц или катетер-бабочку. Кровь насасывают, создавая небольшое отрицательное давление в шприце, чтобы избежать разрушения форменных элементов крови. Взятие крови из хвоста путём надреза и венепункции также относительно не влияет на содержание эритроцитов, лейкоцитов и лейкоцитарную формулу крови. К отрицательным моментам можно отнести тот факт, что зачастую при использовании данного метода травмируется нерв, проходящий в одном с веной нервно-сосудистом пучке, в результате чего на хвосте наблюдаются трофические язвы и участки некроза.
Взятии крови из вен тазовых конечностей (вена сафена, дорсальная вена стопы) приближено к таковому из вены хвоста. При неосторожном взятии крови таким образом на месте прокола может образоваться гематома, которая, однако, очень быстро проходит.
К методам, требующим наркоз относят взятие крови:
1.путём ампутация кончика хвоста;
2.из бедренной вены (v. femoralis);
3.из орбитальной пазухи по Г. Ребигеру;
4.путём пункции сердца;
5.из яремной вены (v. jugularisexterna);
6.путём декапитации;
7.взятие крови из задней полой вены (v. cavacaudalis);
8.взятие крови из брюшной аорты (pars abdominalis aortae).
При ампутации кончика хвоста кровь стекает в пробирку самотёком при условии, что хвост должен быть опущен вниз, т.е. находится ниже уровня тела животного. Также используя вакуум, можно получить большее количество крови. Недостатком является то, что при повторных взятиях крови увеличивается число лейкоцитов из-за развития воспалительной реакции, а также анестезия может отразится на биохимических показателях сыворотки крови.
Весьма трудоёмким является процесс взятия крови из яремной и бедренной вен у крыс. При взятии крови их приходится отпрепаровывать и вскрывать. Кровь накапливается в образовавшемся кармашке, откуда и осуществляется её забор. После взятия крови рану тампонируют и зашивают. По нашему мнению, такая процедура взятия крови имеет ряд недостатков таких, как сложность процедуры, возможность образования сгустка, гемолиз и пр.
Взятие крови из ретробульбарного синуса требует от исследователя большого опыта и мастерства. Таким путём можно получит 0,5-1 мл крови [2, с. 84-85]. Объём полученной крови можно увеличить путём натяжения кожи в области век, что приведёт к сдавливанию ярёмных вен. При условии взятия малого количества крови животное остаётся живым, при взятии больших объёмов, погибает от гиповолемии. Однако даже при взятии малых объёмов возможен неблагоприятный исход: крыса может получить травму глаза или ослепнуть. Недостатком является и то, что в пробу крови может попасть слёзная жидкость.
Пункцией сердца удается получить 3-5 мл, а по некоторым данным у крупных крыс до 6-8 мл крови [3, с. 291]. При проведении манипуляций необходимо строго соблюдать осторожность: стоит избегать прикосновения иглы к стенкам сердца, т.к. это может вызвать аритмию или остановку сердца у животного.
Если предполагается сохранение жизни животному, то количество крови не должно превышать допустимых значений. Так один раз в 24 часа можно отбирать до 1% объема циркулирующей крови. Для быстрого определения объема крови, который допустимо отбирать каждые 24 часа, используют формулу:
объем крови для взятия = 0,01 * объем циркулирующей крови (мл/день) (1)
Один раз в 3-4 недели можно отбирать до 10% объема циркулирующей крови, однако после этого необходимо ввести подкожно подогретый до температуры тела стерильный изотонический раствор хлорида натрия в том объёме, в котором была взята кровь, или глюкозу в количестве, равном двойному объему взятой крови. Для быстрого расчёта используют формулу:
объем крови для взятия = 0,1 * объем циркулирующей крови (мл/день) (2)
Однако восстановление полного кровяного состава происходит через 2-4 недели по 0,6 мл/кг в день. Поэтому всегда стоит помнить, что при взятии крови в больших объёмах слишком быстро без замещения, животное может испытать гиповолемический шок, который повлечёт смерть. При слишком частом взятии, у животного развивается анемия, а также искажаются показатели форменных элементов крови и её биохимического состава.
Как правило, объем циркулирующей крови составляет 55-70 мл/кг веса тела. Для крысы это 50-70 мл/кг. Стоит помнить, что у ожиревших и старых животных объем циркулирующей крови может быть меньше на 15%.
Взятии более чем 30% от полного циркулирующего объема крови, является терминальным в следствии гиповолемии. Подобное взятие крови выполняется, как правило, в конце исследования у наркотизированного животного или после эвтаназии [1, с. 23].
Подводя итоги исследования, авторы данной работы пришли к выводу, что наиболее удобным и достоверным методом, является метод взятия крови путём венепункции из вены сафена. Преимущества метода заключаются в том, что:
1) вена легко обнаруживается;
2) объём взятой крови достаточен (до 1 мл) для биохимического анализа сыворотки крови;
3) не происходит искажения биохимических показателей, т.к. не был использован наркоз;
4) не происходит гемолиз крови при взятии проб;
5) удобно для исследования большого количества животных;
6) животное можно использовать для продолжения эксперимента;
7) минимально травмирует животное и др.
Таким образом, применяя данный метод взятия крови, можно получать наиболее адекватные и достоверные результаты, которые позволят наиболее полно и точно сделать выводы об итогах исследования в условиях рациональной трудоёмкости и минимальных экономических затрат.
1. Богомолов А.Ф. Методические рекомендации по курсу экспериментальной физиологии для студентов биологического отделения биолого-химического факультета. Иваново: Изд-во Ивановский Государственный Универсистет, 2005. – 40с.
2. Дьякон А.В. Метод забора крови у животных // Фундаментальные и прикладные исследования в медицине. – 2013. — №11. – с. 84-85.
3. Каркищенко Н.Н. Альтернативы биомедицины. М.: РАМН, 2010. – 344с.
4. Красильщикова М.С. Руководство по работе с лабораторными животными для сотрудников ГБОУ ВПО РНИМУ им. Н.И.Пирогова Минздрава России, занятых проведением доклинических. М.: Изд-во ГБОУ ВПО РНИМУ им. Н.И.Пирогова, 2015. – 42с.
5. Метод терминального взятия больших объемов крови для лабораторных исследований у крыс и мышей // Некоммерческое Партнёрство «Объединение специалистов по работе с лабораторными животными»: сайт. URL: http://ruslasa.ru/wp-content/uploads/Terminalnyiy-zabor-krovi.doc (дата обращения 02.03.2016 г.)
6. Способы взятия крови у крыс // Ветеринария в сельском хозяйстве. [электронный ресурс] – Режим доступа. – URL: http://handcent.ru/laboratornye-zhivotnye/423-sposoby-vzyatiya-krovi-u-krys.html (дата обращения 02.03.2016 г.)
7. Сюрин В.Н. Методы лабораторной диагностики и вирусных болезней животных: справочник. М.: Агропромиздат, 1986. – 351с.
Источник