Моделирование высотной болезни у белых крыс таблица

Моделирование высотной болезни у белых крыс таблица

Уважаемые коллеги!

Мы рады приветствовать Вас на сайте Всероссийского журнала «Наука молодых (Eruditio Juvenium)», который издается Рязанским государственным медицинским университетом имени академика И.П. Павлова. В журнале публикуются оригинальные научные статьи молодых ученых по проблемам теоретической и прикладной медицины, медицинской биологии и психологии, педагогике и методологии медицинского образования.

Результаты научно-исследовательской и научно-методической деятельности преподавателей, докторантов, соискателей, аспирантов и студентов могут быть представлены не только в виде научных статей, но и заметок из клинической практики, нормативных документов, сведений о перспективных изобретениях и рационализаторских предложениях, материалов по истории клиник и лечебных учреждений. Редколлегия журнала принимает статьи от ученых из любых регионов России, а также ближнего и дальнего зарубежья. Это позволяет отбирать из представляемых в журнал работ действительно лучшие.

Все статьи подлежат обязательному рецензированию. Надеемся, что наш журнал предоставит широкие возможности для публичного выступления и обсуждения результатов работ молодых ученых, будет способствовать интеграции и координации их деятельности, содействовать повышению научного и профессионального уровня.

Приглашаем авторов к активному наполнению редакционного «портфеля».

Главный редактор журнала, д.м.н., профессор Р.Е. Калинин

«Наука молодых (Eruditio Juvenium)» рецензируемый научно-практический медицинский журнал
(ISSN 2311-3820).

• Выходит 4 раза в год.
• Основан в 2013 году.

Учредитель: федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Рязанский государственный медицинский университет имени академика И.П. Павлова» Министерства здравоохранения Российской Федерации

Свидетельство о регистрации средства массовой информации ПИ №ФС77-69031 от 07 марта 2017.

Подписной индекс – 70110

Включен в перечень рецензируемых научных изданий, в которых должны быть опубликованы основные научные результаты диссертаций на соискание ученой степени кандидата наук, на соискание ученой степени доктора наук (№2124 от 06.06.2017).

Журнал индексируется в следующих базах данных и информационно-справочных изданиях:

Источник

Болезни декоративных крыс

Крысы идеальны как домашние питомцы. Они ласковы, сообразительны, не требуют больших затрат по уходу, социально адаптированы. Однако даже хороший уход не гарантирует им жизнь без болезней. Часто наследственность оказывается сильнее и дает начало болезни декоративных крыс. Одомашненные крысы, не получающие должного ухода и лишенные сбалансированного питания, более уязвимы к факторам внешней среды, а, значит, болезненны.

Забота владельцев способствует качественно новому уровню жизни крыс. Постоянный доступ к еде, воде, соблюдение гигиены и наблюдение ветеринаром сохраняют здоровье и увеличивают продолжительность их жизни. В среднем декоративные крысы живут в 2–3 раза дольше диких, отличаются большей массой и плодовитостью.

Ожирение у крыс

В развитии почти любой болезни декоративных крыс, определенная роль принадлежит владельцу питомца . Недостаток знаний по уходу и кормлению, безответственность человека, способствуют, например, ожирению у крыс. Преобладание в пище высококалорийных белковых компонентов, тесная клетка без тренажеров, отсутствие прогулок по квартире — всё это делает питомца толстым и малоподвижным. У него появляются одышка и проблемы в работе сердца.

Лечение ожирения у крысы требует полного изменения рациона с включением овощей, фруктов и ничтожного количества белков. Помимо этого необходимо стимулирование физической активности питомца.

Пододерматит у крыс

Ожирение, в свою очередь, может послужить дополнительным фактором развития такой болезни декоративных крыс, как пододерматит. Воспаленные мокнущие раны и натоптыши на пятках причиняют животному боль. В природе когти крысы при ходьбе проникают в почву, а домашние питомцы этого лишены. В результате этого передняя часть лап приподнята вверх, и основная нагрузка приходится на пятки.

Плохая гигиена, лишний вес, влажный наполнитель препятствуют быстрому излечению. Первостепенные меры — стрижка когтей, коррекция питания для похудения, смена наполнителя на более мягкий, например, кукурузный.

Облысение у крыс

Бывает, что декоративная крыса начинает стремительно терять шерстяной покров. Облысение может произойти по разным причинам, одна из них — чрезмерный грумминг (выкусывание). Если крыса испытывает стресс, то может начать сама состригать зубами шерсть с лап. Стресс может быть вызван резкой сменой привычного интерьера или нахождением поблизости доминантного или агрессивного животного.

Другой причиной потери шерсти и появления расчесов являются паразиты — вши или клещи. Заразиться ими крысы могут от больных животным или через предметы ухода. Вшей можно увидеть невооруженным глазом или под лупой. Для обнаружения клещей ветеринарный врач берет соскоб с кожи. Для лечения используются противопаразитарные препараты, назначенные врачом ратологом. Хорошее состояние шерсти поддерживают витамины и минералы.

Опухоли у крыс

Некоторые факторы — пол, возраст, гормональный фон, генетика, экология и питание оказывают влияние на развитие у декоративных крыс доброкачественных и злокачественных опухолей. У самок крыс часто встречаются опухоли молочных желез и матки. У самцов декоративных крыс нередко обнаруживаются опухоли кожи или соединительной ткани. Можно столкнуться с такой опасной опухолью как лимфома. В настоящее время часто обнаруживаются опухоли головного мозга у крыс, для диагностики которых может потребоваться МРТ (магнитно-резонансная томография).

Для профилактики опухолевой болезни декоративных крыс рекомендуется регулярный осмотр у родентолога. Для самок крыс можно рассмотреть вопрос ранней стерилизации (овариогистерэктомии) — операции по удалению яичников и матки.

Болезни декоративных крыс — симптомы

Разные заболевания декоративной крысы начинаются с одинаковых симптомов. Так, чиханье у крыс может быть вызвано механическими раздражителями (мелкими частичками опилок, песка), аллергической реакцией на пахучие вещества, лекарственные препараты, компоненты корма, а также воспалительным процессом в верхних дыхательных путях. Инфекция верхних дыхательных путей может легко перейти в пневмонию и даже абсцессы легких у крыс. Поэтому важно быстрее начать диагностику, включая рентгенографию, для оценки тяжести процесса и выбора оптимального лечения. Оставленное без правильного лечения заболевание может закончиться смертью животного.

Домашние крысы чувствительны к болезням инфекционной этиологии, и они протекают у них крайне тяжело. Наиболее часто встречается микоплазмоз крыс. Микоплазма может поражать дыхательные пути, легкие, среднее ухо, приводить к воспалению матки у самок крыс.

Существуют также болезни крыс, заразные для человека. К ним относится дерматофития (лишай), лихорадка после укуса крыс, вызываемая Streptobacillus moniliformis. Во избежание этих болезней необходимо соблюдать меры личной безопасности и гигиены.

Источник

Моделирование высотной болезни у белых крыс таблица

Одним из методов познания сложных механизмов развития патологических процессов в организме является биологическое моделирование. Для создания моделей, которые могли бы быть максимально полезными, необходимо выбрать один или два существенных признака, общих для оригинала и модели. Организм человека подвергается действию физических, химических, биологических, социальных факторов, что приводит в ряде случаев к развитию патологического процесса или болезни. Исследования, проводимые на животных, позволяют ответить на ряд вопросов, касающихся пусковых механизмов, общих звеньев патогенеза, и принципов терапии и профилактики ряда болезней. В настоящее время возможно воспроизвести в экспериментальных условиях практически любую модель патологии. Приведем несколько примеров видов моделирования патологических процессов на животных.

Создание модели экспериментального токсического гепатита. Для создания модели экспериментального токсического гепатита часто используется ССl4, который является органоспецифическим токсином, обладающим гепатотропным эффектом. После суточной пищевой депривации крысам с помощью специального зонда в пищевод вводят ССl4 в вазелиновом масле (доза – 0,064 мл на 100 г веса животного). Максимальный цитолиз гепатоцитов наблюдается на 3-4 сутки после однократного введения ССl4 /1/. Печень крыс, подвергнутых токсическому гепатиту, используется для дальнейших биохимических, морфологических, гистологических и других исследований. СС14-гепатит характеризуется развитием некроза, белковой и жировой дистрофии гепатоцитов, локализованных преимущественно в центральной зоне печеночной дольки, где максимальна активность зависимых от цитохрома Р-450 монооксигеназ и преобладает продукция повреждающих метаболитов гепатотоксина. Создание моделей патологических состояний на животных также позволяет изучать влияние новых гепатопротекторов на процессы регенерации паренхимы печени.

Создание моделей аутоиммунных заболеваний на примере ревматоидного артрита. Аутоиммунную патологию можно характеризовать как атаку иммунной системы против органов и тканей собственного организма, в результате которой происходят их структурно-функциональные повреждения. Морфологические изменения при аутоиммунных болезнях характеризуются воспалительными и дистрофическими изменениями в поврежденных органах. В клетках паренхимы выявляются зернистая дистрофия и некроз. В кровеносных сосудах отмечается мукоидное и фибриноидное набухание и некроз их стенок, тромбоз, вокруг сосудов формируются лимфоцитарно-макрофагальные и плазмоцитарные инфильтраты. В соединительной ткани стромы органов выявляются дистрофия в форме мукоидного и фибриноидного набухания, некроз и склероз. В селезенке и лимфатических узлах выражена гиперплазия, интенсивная инфильтрация лимфоцитами, макрофагами и плазматическими клетками. Адъювантный артрит у крыс. Хроническое иммунное воспаление моделируют у крыс субплантарным введением в правую заднюю лапу 0,1 мл адъюванта Фрейнда. Воспалительная реакция, как правило, оценивается в динамике каждые 2 дня /2/. Могут учитываться также и другие симптомы генерализованной реакции организма на введение адъюванта (отек ушей, хвоста, полиартрит, ухудшение общего состояния, снижение массы тела, гибель). Первичная реакция (отек на правой лапе) оценивается онкометрически на 3-й день после инъекции адъюванта. Вторичная иммунологическая реакция (отек на левой лапе) оценивается на 14-й день после введения адъюванта (при профилактической схеме введения) или на 25-й день (при лечебной схеме введения).

Модели экспериментальной онкологии. Арсенал моделей экспериментальной онкологии включает спонтанные, перевиваемые и индуцированные опухоли животных, культуры опухолей человека и животных, опухоли человека, привитые животным, и молекулярно-генетические модели. Спонтанныеопухоли обнаруживаются у животных, не подвергшихся каким-либо воздействиям со стороны экспериментатора. Показано, что у кроликов часто возникает вызываемая ДНК-содержащим вирусом спонтанная папиллома. Она представляет собой доброкачественные бородавчатые разрастания на коже ушей, которые впоследствии превращаются в злокачественную опухоль, метастазирующую в легкие и лимфоузлы. Эта модель с успехом применяется для решения проблем вирусологии и иммунологии опухолей. Из домашних животных в большей степени опухолями поражаются собаки. У них возникают опухоли разных органов, чаще молочных желез. Спонтанные опухоли собак иногда используют на последних предклинических этапах испытания противоопухолевых химических соединений. Опухоли могут быть индуцированы различными видами облучения, химическими канцерогенами, онковирусами. Модели индуцированных вирусами опухолей животных, а также модели злокачественно трансформированных под влиянием вирусов клеток, культивируемых в условиях in vitro, позволили не только раскрыть многие тайны вирусного канцерогенеза, но и создать общую концепцию молекулярных механизмов возникновения опухолей. Молекулярно-генетические модели. С развитием молекулярной биологии появилась возможность исследования механизмов злокачественной трансформации на молекулярном уровне. Интересующий экспериментатора ген может быть выделен из генома, клонирован (то есть получено много его копий) и расшифрована его структура. Кроме того, ген может быть перенесен в геном другого животного, которое будет называться трансгенным. Манипулирование с генами позволяет также осуществить выбивание (нокаут) определенного гена /3/.

Моделирование гипертонической болезни. В опытах на животных (собаки, обезьяны) была показана принципиальная возможность моделирования гипертонической болезни путем создания тяжелых невротических расстройств. Использование столкновения наиболее сильных врожденных рефлексов – полового и оборонительного приводило к невротическим состояниям со стойкими соматическими нарушениями в виде стабильного повышения артериального давления. В этих и других опытах было установлено, что сердечно-сосудистая патология, гипертоническая болезнь как ее изначальное проявление – наиболее частое соматическое проявление неврозов /4/.

Таким образом, моделирование патологических состояний на животных помогает выяснить этиологию, патогенез заболеваний, методы лечения и профилактики. Биологическое моделирование также широко используется на доклинической стадии при исследовании механизмов действия новых лекарственных препаратов.

Источник

Генетическое разнообразие экспериментальных мышей и крыс: история возникновения, способы получения и контроля

Е.А. Гайдай, биолог, ORCID 000-0002-5295-6384,
Д.С. Гайдай, биолог, ORCID 0000-0002-8773-5717

Институт доклинических исследований,

Россия, 188663, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, корп. 245

Резюме

Обзор посвящен разнообразию линий лабораторных крыс и мышей, используемых в биомедицинских исследованиях. Лабораторные животные – незаменимые помощники ученых в решении таких основных задач современной биомедицины, как профилактика и лечение различных заболеваний. Наиболее востребованными объектами исследований являются грызуны: мыши и крысы. Появившаяся в XVII веке экспериментальная биология потребовала применения животных моделей. Именно к этому времени относятся первые упоминания об использовании мышей и крыс в научных целях. Благодаря относительной дешевизне содержания, плодовитости и быстрому размножению, крысы и мыши обрели высокую популярность в качестве модельных организмов. С развитием науки возникла необходимость в повышении точности и воспроизводимости экспериментов за счет снижения влияния генетических различий между особями, т.е. в выведении линейных животных. На сегодняшний день в мире существует около 1 тыс. линий крыс и более 10 тыс. линий мышей, включая не только аутбредные и инбредные, но также трансгенные и нокаутные линии. Выведенные линии лабораторных животных дали возможность проводить ряд недоступных прежде исследований. Наиболее часто в биомедицинских исследованиях используют широко распространенные линии крыс Wistar и SD и мышей Balb/C и CD-1.

Выбор линии должен осуществляться исследователем под определенные цели исследования и с учетом генетических особенностей используемых животных.

Крайне важно соблюдать чистоту линии для получения воспроизводимых результатов от исследования к исследованию. Для поддержания чистоты линии достаточно регулярно проводить мониторинг животных и строго соблюдать методику разведения. Для обеспечения качества лабораторных животных чрезвычайно важен генетический контроль. Если в процессе экспериментов произошло случайное скрещивание с животными другого генотипа, восстановить гомозиготность линии, сохранив исходный генотип, практически невозможно. Такие животные подлежат уничтожению.

Введение

Основные задачи современной биомедицины – профилактика и лечение различных заболеваний человека. Незаменимыми помощниками ученых в их решении являются лабораторные животные, в первую очередь грызуны. Применять мышей и крыс в научных исследованиях стали относительно недавно, но к настоящему моменту – они самые востребованные объекты для систематических исследований [13].

Появившаяся в XVII веке экспериментальная биология потребовала применения животных моделей. Именно к этому времени относятся первые упоминания об использовании мышей и крыс в научных целях, и связаны они с именами Уильяма Гарвея и Джозефа Пристли. В 1870-х Роберт Кох открыл возбудителя сибирской язвы. Ему удалось культивировать возбудителя, изучить его жизненный цикл и инфицировать им подопытных мышей [9]. В начале ХХ века Пауль Эрлих проводил эксперименты на животных в области онкологии и доказал перевиваемость опухолей у мышей и возможность провоцирования онкологических заболеваний производными стрихнина, предположил наличие иммунологических реакций у животных после рассасывания опухолей [5]. Крыс начали применять в экспериментах в 50-х годах XIX века [13]. Благодаря относительной дешевизне содержания, плодовитости и быстрому размножению, крысы и мыши обрели высокую популярность в качестве модельных организмов.

Долгое время одними из самых распространенных экспериментальных животных были лабораторные крысы. Это связано со строением их генетического аппарата – геном крыс имеет >90% сходства с геномом человека [11]. Кроме того, по сравнению с мышью, крыса более крупное животное, что облегчает проведение различных операций.

Первые опыты ставили на альбиносах серой крысы Rattus norvegicus albinus (называемых также «белая крыса») и домовых мышах Mus musculus, беспородных, не выведенных специально.

С развитием науки повысились требования к повышению точности и воспроизводимости экспериментов за счет снижения влияния генетических различий между особями. Другими словами, возникла необходимость в однородных экспериментальных объектах, т.е. в выведении линейных крыс.

Впервые разведение лабораторных крыс было выполнено для нейрологических исследований в Чикаго. В 1906 г. сток таких крыс поступил в институт Вистар в Филадельфии, где Х. Кинг и Г. Доналдсоном были получены 2 линии крыс: 1-я чистая (инбредная) линия крыс – King Albino (которая затем была переименована в линию РА) и коммерческий аутбредный сток[1] крыс (впоследствии называемая Wistar), который дал начало многим аутбредным и инбредным линиям крыс [12, 14, 15].

В 1909 г. К. Кук Литл из Гарвардского университета вывел мышей со светло-коричневой окраской шерсти, несущих рецессивные гены dd, bb и aa. За последующие 5 лет, через более чем 20 поколений, путем братско-сестринского спаривания и последующей селекции была получена первая инбредная линия, известная как DBA и существующая по сей день [6].

В 1913 г. А. Багг создал инбредную линию белых мышей Bagg Albino C, которая c 1932 г. широко известна под названием BALB/c. И уже в 1920 г. Дж. Стpонг скрещиванием мышей Bagg albino С с мышами линии DBA получил новые высокоpаковые линии, названные им А, С, СВА, СзH, СзHА и т.д.

Начиная с 1921 г. на основе длительного инбридинга однопометных черных мышей из колонии Ласpоп было выведено несколько новых линий: С57Bl (black), C57Br (brown), С57L (leaden) и С58, характеризующихся низкой частотой возникновения pака молочных желез или полным его отсутствием и склонностью к лейкозам. А на основе мышей линии А была получена другая высоколейкозная линия, первоначально обозначенная как АК, а позднее – AKR. В 1968 г. Эpвин Пантелоpис вывел линию безволосых мышей, лишенных тимуса, получивших название «nude» (голые), или «бестимусных». Они отличаются полным отсутствием клеточных факторов иммунитета (в их крови содержится лишь около 3% Т-лимфоцитов, тогда как у обычных мышей этот показатель достигает 85%) [2].

В настоящий момент в мире существует около 1 тыс. линий крыс и более 10 тыс. линий мышей, включая не только аутбредные и инбредные, но также трансгенные и нокаутные линии [10].

Способы получения различных линий лабораторных животных

Выведенные линии лабораторных животных позволили проводить ряд недоступных прежде исследований. Для решения конкретных задач было выведено большое количество линий и сублиний мышей и крыс. Так, например, были получены крысы со спонтанной гипертонией (линия SHR), крысы-эпилептики, отличающиеся повышенной возбудимостью нервной системы и слабой активностью тормозных нейронов, несколько линий мышей, у которых развивается ожирение и/или диабет (линии NZO, PBB, KK, AY) и т.п.

Существует несколько путей получения определенных линий лабораторных животных. Ниже рассмотрим их подробнее.

1. Аутбридинг. 1-й способ – наиболее простой, повсеместно используемый в селекции. Аутбридинг – метод разведения животных посредством скрещивания неродственных организмов, в том числе и принадлежащих к разным линиям/породам и даже видам. Потомков такого типа скрещивания называют гибридами, они превосходят по ряду признаков обе родительские формы – это явление носит название гибридной мощности или гетерозиса. Основным следствием аутбридинга является скрытие рецессивных признаков за счет перехода их в гетерозиготное состояние. В том случае, когда рецессивные признаки нежелательны, потомки 1-й генерации (гибриды F1) от неродственных животных обычно внешне лишены их, однако при дальнейшем разведении эти признаки могут появиться. С другой стороны, при аутбридинге появляется возможность образования новых, зачастую неожиданных комбинаций генов, которые могут вызвать как лучшие, так и худшие сочетания признаков. В этом случае также нельзя предсказать возможность передачи этих сочетаний по наследству. Эти особенности аутбредных линий следует учитывать при проведении экспериментов и для воспроизводимости результатов использовать животных-гибридов только 1-го поколения (F1); примеры использования аутбредных мышей и крыс приводятся в табл. 1.

Примеры использования аутбредных линий мышей и крыс [6, 17, 19]

Примеры использования

Мыши

Заболевания кожи, иммунодефицитные состояния

Алкогольная абстиненция, судороги

Токсикология, онкология, вакцины

Крысы

Токсикология, фармакология, онкология

SD, Wistar

Использование аутбредных линий животных позволяет максимально унифицировать научные исследования, поскольку для проведения большинства биомедицинских и доклинических исследований может быть использована одна и та же линия. Исключение в данном вопросе составляют иммунодефицитные мыши.

2.Инбридинг. Исследования с использованием аутбредных линий продолжались вплоть до 1930-х годов, когда стало понятно, что данные линии животных не универсальны для всех экспериментов, так как при постановке опыта с использованием биологической тест-системы важно, чтобы животные были генетически однородными. В связи с этим ученые прибегают к инбридингу – близкородственному скрещиванию. Инбредные животные гомозиготны и генетически однородны, что обеспечивает получение полноценных воспроизводимых результатов и возможность их повторения в любой лаборатории. Генетическая однородность позволяет расходовать меньшее число животных для получения доказательных результатов. В инбредных линиях генетическая однородность, или гомозиготность, животных сохраняется постоянным спариванием родных братьев и сестер в племенном ядре линии. Племенное ядро линии представляет собой группу животных одной линии, размножаемую в соотношении 1:1 родных братьев и сестер. Каждый инбредный штамм – это уникальное сочетание генетического материала, порождающее уникальный фенотип. Многие такие фенотипные черты полезны в исследованиях, некоторые позволяют вывести «модели» болезней, прочие дают полезные физиологические, анатомические или поведенческие характеристики (примеры приведены в табл. 2). Эти особенности представляют одну из самых полезных инбредных черт [6].

Примеры использования инбредных линий мышей и крыс [6, 17–19]

Мыши

Предпочтение спирта (10%)

Гипертония и/или пороки сердца

Гиперпролинемия и пролинурия

Ожирение и/или диабет

Остеоартропатия коленных суставов

Устойчивость к миксовирусным инфекциям

карцинома щитовидной железы;

опухоль молочной железы;

интерстициально-клеточных опухолей семенников

Полное отсутствие спонтанных опухолей

Крысы

карцинома щитовидной железы;

опухоль молочной железы;

интерстициально-клеточных опухолей семенников

Низкая частота опухолей при продолжительности жизни 700–950 дней

В отличие от аутбредных линий грызунов, у инбредных наблюдается спецификация в зависимости от задач эксперимента и практически для каждой моделируемой патологии выведена своя линия крыс или мышей. Наибольшее количество инбредных линий создано на мышах, в то время как инбредных линий крыс в разы меньше.

3.Трансгенные животные. Трансгенные формы несут сегмент чужой ДНК, который введен в геном путем гомологичной рекомбинации, вставкой инфекционным агентом — ретровирусным вектором или негомологичной вставкой (микроинъекцией в пронуклеус).

4. Нокаутные животные. Секвенирование генома мыши в 2002 г. расширило возможности исследователей. Манипуляции с генами позволяют получить «нокаутных» животных. На моделях трансгенных и “нокаутных” животных было показано, что развитие опухоли может быть результатом мутации в генах, играющих ключевую роль в регуляции пролиферации и дифференцировки клеток [7]. Нокаутные формы получают микроинъекцией генетически измененных эмбриональных стволовых клеток в бластоцисту хозяина. Разрушение, замещение или удвоение гена в стволовых клетках производят путем гомологичной рекомбинации между экзогенной ДНК и эндогенным геном (например, блокированием работы целевого гена встройкой гена резистентности к неомицину) [6].

5. Коизогенные животные. Коизогенными (или конгенными) называют генетически идентичные линии, различающиеся только по одному локусу. Истинная коизогенность возможна только в случае единичной мутации в инбредной линии. Изогенное состояние достигается путем введения гена одной линии на генетическую основу другой линии. Конгенные линии, которые отличаются друг от друга по локусу тканевой совместимости и, следовательно, взаимно резистентны к трансплантату ткани друг друга, называются конгенно-резистентными линиями (КР), а пара таких линий – КР-парой [6].

6. Рандомбредные животные. Неинбредные, нелинейные животные закрытых колоний размножаются по определенной, в большинстве случаев – ротационной системе, обеспечивающей рандомизацию скрещиваний. Каждая такая колония характеризуется определенными частотами генов и генотипов, животные гетерозиготны по неопределенному числу генов, и поэтому сама колония и каждая выборка из нее генетически гетерогенны. Животные этой категории фенотипически менее однородны, чем гибриды. Необходимым условием сохранения биологических особенностей нелинейных животных и воспроизводимости результатов экспериментов является поддержание гетерозиготности при сохранении стабильности генетической структуры колонии.

7. Стандартные животные. Животные из закрытых колоний, размножаемые по ротационной системе на протяжении не менее 4 поколений при потере гетерозиготности менее 1% на поколение, принято считать стандартными.

Номенклатура линий и сублиний лабораторных животных

В названии линий животных, существующих давно, нет общих правил для названия. Часто название линии появлялось в ходе работы по выведению линии, оно могло складываться из символов мутантных генов (DBA–dba, HRS, GLF), обозначения масти животного и индивидуального номера (C57BL), сокращенного обозначения места выведения (NZB- и NZW-новозеландские черные и белые) и т.п.

Линии, происходящие от общих предков, но разделенные при передаче в другую лабораторию на 8–19 поколений братско-сестринского инбридинга (т.е. пока животные еще сохраняют некоторую гетерозиготность) и поддерживаемые раздельно в течение последующих поколений, принято считать сублиниями. Сублинии также образуются при передаче племенного материала готовой инбредной линии в другие лаборатории. В этом случае в результате мутаций при длительном раздельном размножении групп животных одной линии накапливаются генетические различия между ветвями исходной линии, приводящие к биологическим отличиям.

Так, существующие в мировой коллекции, 5 сублиний мышей C57BL отличаются друг от друга и от исходной линии целым рядом биологических особенностей, причем для них характерна тканевая несовместимость. Поэтому не менее важно соблюдение правил написания сублиний. Сублинию обозначают также латинскими буквами через косую черту после написания основной линии. Символы сублиний чаще образуются из сокращения фамилии исследователя или названия лаборатории, где сублиния поддерживается. Первая буква этого обозначения – прописная, последующие – строчные. Например, символ СВА/Са обозначает сублинию Картера (Carter) линии СВА. Линии: CC57BR/Mv, CC57W/Mv – выведены Н.Н. Медведевым (Mv). Если новая сублиния образовалась путем передачи какой-либо сублинии из одной лаборатории в другую, то старый символ сохраняется и к нему добавляется новый. Например, CBA/CaLac обозначает сублинию Kaртера, поддерживаемую в английском Центре лабораторных животных (Lac). Для названий стандартных неинбредных колоний, используют буквенные символы с уточнением названия или места его воспроизводства (например, название колонии мышей Lac:A2G, где Lac — источник животного, A2G — название, символ стока). Число или строчная буква также могут быть использованы как символы сублиний. Например, обозначение инбредной линии, несущей мутантный ген, состоит из символа исходной линии, символа сублиний, следующего за ним дефиса и символа гена, набираемого курсивом. Например, BALB/cY-wal означает, что сублиния имеет рецессивную мутацию (waved alopecia) [8].

Использование различных линий крыс и мышей в биомедицинских исследованиях

Наиболее часто при проведении биомедицинских исследований используют широко распространенные линии крыс Wistar и SD и мышей Balb/C и CD-1.

Выбор линии должен осуществляться исследователем под определенные цели и с учетом генетических особенностей используемых линий.

В эксперименте следует применять аутбредные линии животных строго только первого поколения (F1). Так, например, при изучении зависимости массы тела от возраста было показано, что для половины линий крыс (самцов и самок) рост массы тела, указанный в источниках из исследовательских работ и из питомников не совпадает (статистически значимо или в виде отчетливых тенденций), причем расхождение может начинаться или с некоторого момента (свойственно для линий Wistar Hannover, Sprague Dawley), или практически сразу после рождения животного (свойственно для линий Lewis, LongEvans) [4]. Обнаруженный феномен имеет значение для выбора объекта исследования. Отличия в возрасте при одной и той же массе животных в эксперименте и в питомниках могут приводить к ошибкам. То же самое касается биохимических и других показателей.

Методы/способы оценки и поддержания чистоты линии лабораторных животных

Для поддержания чистоты линии достаточно регулярно проводить мониторинг животных и строго соблюдать методику разведения. Весь персонал, работающий с инбредными штаммами, должен быть хорошо подготовлен, т.е. быть высококвалифицированным.

Первые признаки нарушения чистоты линии можно отследить по 2 параметрам: плодовитость и поведение. Резкие изменения могут быть вызваны влиянием генетики или окружающей среды, в любом случае при наличии изменений требуется выяснение их причин.

Плодовитость необходимо регулярно отслеживать при воспроизведении животных для наиболее эффективного управления колонией. Внезапный рост плодовитости линейных животных может быть вызван гибридной мощностью, что не свойственно для инбредных животных.

Необходимо тщательно изучать поведение животных. Большинство линий обладает спокойным темпераментом, в то время как гибриды F1 бывают более активными и нервными. Изменения в темпераменте животных должны стать поводом для тщательного исследования с применением различных методов оценки чистоты линии, например трансплантации кожи.

Не вызывает сомнения факт, что генетическое заражение нарушает чистоту линии и приводит к искажению результатов экспериментов. Нарушение чистоты линии возможно в результате отдельных мутаций, а также случайного участия в процессе разведения производителя из другой линии. Опасность генетической контаминации особенно велика, когда в одном помещении содержатся несколько линий с одинаковой окраской шерсти [1, 6]. Генетический контроль не может предотвратить нарушения чистоты линий, однако он очень важен для обеспечения качества лабораторных животных. Генетический контроль в зависимости от количества исследуемых маркеров может быть разделен на следующие 3 категории:

1. Характеризация линии. Данная процедура проводится для подтверждения генотипа инбредных линий и для создания генотипа новых линий путем проверки большого числа локусов – маркеров [6]. В соответствии с биологическими функциями маркеры делятся на 6 групп: биохимические, морфологические, иммуногенетические, молекулярные генетические, фармакогенетические и цитогенетические. Наиболее подходящие с точки зрения точности, простоты исполнения, эффективности и экономичности – маркеры биохимической и иммуногенетической групп, поскольку количество локусов в них известно лучше, чем в других маркерах, и их обнаружение проще в осуществить.

2. Мониторинг I. Проводится с целью периодического подтверждения генетического профиля линии, воспроизводимой в питомнике.

3. Мониторинг II. Проводится для подтверждения частных подгрупп, которые могут быть охарактеризованы минимальным набором маркеров, позволяющих выделять данную группу животных в обособленную линию. Так, например, 5 наиболее часто встречающихся инбредных линий (AKR, C3H/He, DBA/2, BALB/c и C57BL/6) можно распознать, используя 4 биохимических маркера (Hbb, Car-2, Gpi-1, Idh-1).

После внедрения каждая линия должна проходить характеризацию с целью подтверждения генотипа. Затем, если линия соответствует линии ожидаемым характеристикам, она с определенной периодичностью подвергается Мониторингу I. Через несколько лет повторяют процедуру характеризации. По необходимости проводят Мониторинг II.

Помимо исследования маркеров есть иные способы проверить чистоту линии лабораторных животных.

• Реципрокная изотрансплантация кожи позволяет контролировать гомозиготность по большому количеству генов, поскольку тканевая совместимость – полигенный признак. Этот прием позволяет выявить очень слабые генетические различия между животными одной линии, обусловленные остаточной гетерозиготностью или спонтанными мутациями. Метод технически достаточно прост и не требует больших материальных затрат. Мышей и крыс для контроля отбирают в возрасте 25–30 дней. Трансплантация осуществляется на 2-, 3-месячных мышах и 3-, 3,5-месячных крысах, но не раньше 6-недельного возраста [6].
• Массовый SNV (single nucleotide variant, единичные нуклеотидные варианты) анализ позволяет дифференцировать особей и линии. Он заключается в поиске отличий в последовательности ДНК размером в один нуклеотид (A, T, G или C) в геноме. Однако данный метод недостаточно хорошо охарактеризован, часто возникают сложности разделения и ошибки секвенирования [1].
• Полногеномное или полноэкзомное секвенирование позволяет сравнивать между собой геномы отдельных особей. Но в настоящее время данный метод является дорогостоящим, в связи с чем применение его в рутинных исследованиях нецелесообразно [1].
• Использование микросателлитов в качестве ДНК-маркеров – самый популярный на сегодняшний день метод генетического мониторинга.

Микросателлиты – это короткие тандемные повторы, состоящие из 2–6 пар нуклеотидов. Они характеризуются стабильным наследованием, в связи с чем они чрезвычайно консервативны от одной генерации к другой; уникальностью для индивидуума; полной идентичностью для всех клеток одного и того же индивидуума; высокой степенью полиморфности среди разных линий. Таким образом, микросателлитные последовательности широко применяются для персональной идентификации, в популяционной генетике и для построения филогенетических связей в систематике [3, 16].

Существует несколько путей анализа микросателлитов. Все они основаны на использовании метода полимеразной цепной реакции (ПЦР) с праймерами, комплементарными либо непосредственно микросателлитным последовательностям, либо участкам между ними. Кроме того, становится популярным метод мультиплексной ПЦР. В этом случае используется более 1 пары олигонуклеотидных праймеров. При этом контроль осуществляется сразу по нескольким ДНК-маркерам [3]. Преимуществом данного метода является то, что оценку чистоты линии можно проводить на любом этапе доклинического исследования или до него в кратчайшие сроки [1].

Если в процессе экспериментов произошло случайное скрещивание с животными другого генотипа, восстановить гомозиготность линии, сохранив исходный генотип, практически невозможно. Такие животные подлежат уничтожению.

Заключение

Несмотря на кажущуюся простоту использования лабораторных грызунов, следует учитывать их генетические и физиологические особенности при постановке экспериментов, поскольку от выбора вида и линии зависит не только конечный результат, но и его воспроизводимость. Генетическая составляющая популяции имеет сложное строение и для сохранения чистоты линий и подтверждения их генетического статуса повсеместно используется генетический мониторинг популяций и линий экспериментальных животных. Генетический мониторинг может включать в себя как дорогостоящее полногеномное секвенирование или характеризацию по значительному списку специфических маркеров, так и менее затратные методы оценки, включающие в себя реципрокную изотрансплантацию кожи или ПЦР анализ. Наиболее распространенный метод – использование микросателлитов в качестве ДНК-маркеров, их преимуществом является то, что оценку чистоты линии можно проводить в кратчайшие сроки на любом этапе доклинического исследования.

[1] Термин «сток» (англ. – stock) означает закрытые колонии (популяции) лабораторных животных, размножаемых любым способом, кроме инбридинга.

Источник

Примеры использования	Линии