группа компаний «ВИВАРИЙ»
РЕКОМЕНДАЦИИ ПО БЕЗОПАСНОМУ ЗАБОРУ КРОВИ У МЫШЕЙ И КРЫС
Факторы, влияющие на выбор подходящего метода забора крови (список может быть не полным):
• Вид животного, у которого будет проводиться забор крови.
• Размеры животного и общий объём крови в его организме.
• Тип пробы крови (например, сыворотка, клетки крови и т.д.).
• Качество, предъявляемое к пробам крови (стерильность, загрязнение тканевой жидкостью и т.д.).
• Необходимый объём пробы крови.
• Частота забора проб крови.
• Состояние здоровья животного, у которого будет браться кровь.
• Наличие подготовки и опыта в заборе проб крови у флеботомиста.
• Эффекты ограничения подвижности или анестезии на измеряемые параметры крови.
Допустимое количество и частота забора проб крови зависит от объёма циркулирующей крови у данного вида животного и скорости регенерации красных клеток крови (эритроцитов)1. Примерный ОЦК у грызунов колеблется от 55 до 70 мл/кг веса тела. Для животных безопасен забор 10% ОЦК каждые 2-4 недели, 7.5% каждые 7 дней, 1% каждые 24 часа. Забор крови в объёмах, превышающих рекомендованные, должен быть обоснован в плане исследования с привлечением лабораторных животных. При этом необходимо обеспечить замещение потерь жидкой части/клеточных элементов крови. Пределы объёмов крови, допустимых для забора и рассчитанные с учётом массы тела животного, указаны в таблице 1.
Таблица 1: Допустимые объёмы проб крови в зависимости от веса тела животного
Вес тела (гр)
ОЦК* (мл)
1% ОЦК (мл), забор каждые
24 часа+
7,5% ОЦК (мл), забор каждые
7 дней+
10% ОЦК (мл), забор каждые
Источник
Объем крови у крыс
В настоящее время используются различные модели атеросклеротического поражения стенки сосудов. Они могут быть вызваны самыми различными факторами: механическими, химическими, иммунологическими, а также диетой [7]. Модели на животных позволяют изучать не только стадии развития атеросклеротического процесса, начиная от самой ранней, но и возможности управления этим процессом. Наиболее популярной является модель экспериментальной гиперхолестеринемии, вызванной путем скармливания животным диеты с избыточным количеством холестерина и насыщенных жирных кислот [2, 3, 8].
У грызунов (мышей и крыс), в отличие от человека, в плазме крови отсутствует белок, переносящий эфиры холестерина с липопротеинов высокой плотности на липопротеины низкой и очень низкой плотности (cholesteryl ester transfer protein, CETP), и это является одной из главных причин их резистентности к развитию атеросклеротического процесса [15]. Отсутствие белка — передатчика эфиров холестерина не является единственным отличием метаболизма липопротеинов у грызунов по сравнению с человеком, грызуны имеют и другие особенности метаболизма липопротеинов: высокий уровень циркулирующих липаз [5] и специфичного белка — переносчика фосфолипидов (specific phospholipid transfer protein, PLTP) [10], что и объясняет их устойчивость к атеросклерозу. Однако у гипотиреоидных мышей и крыс эта устойчивость резко снижается, что позволяет получать информацию о факторах, способствующих развитию атеросклеротического процесса, а также о возможности разработки новых диагностических и терапевтических стратегий.
Цель исследования – изучение показателей липидного обмена и спектральных характеристик белкового состава липопротеинов плазмы крови у гипотиреоидных и эутиреоидных крыс на модели экспериментальной гиперхолестеринемии.
Материал и методы исследования
Эксперимент продолжительностью 68 сут выполнен на 18 крысах-самцах Вистар массой 390–560 г. Животных содержали в индивидуальных клетках, они имели свободный доступ к воде. Крысы I группы получали атерогенную диету (модель алиментарной гиперхолестеринемии): холестерин (Panreac Quimica SA, Испания) в дозе 25 мг/100 г массы тела, добавленный в стандартный лабораторный рацион. Крысы II группы получали ту же атерогенную диету и антитиреоидный препарат мерказолил («Акрихин», Россия) в дозе 1 мг/100 г массы тела, добавленные в стандартный лабораторный корм. Кормление животных происходило по схеме: один день – атерогенная диета (группа I) или атерогенная диета с добавлением мерказолила (группа II); второй день – голодание; вода ad libitum каждый день. Контрольную группу составили крысы, содержавшиеся в стандартных условиях вивария и получавшие стандартный рацион каждый день. В каждой группе было по 6 крыс, все животные дожили до конца эксперимента. В отношении экспериментальных животных были соблюдены все правила и рекомендации Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых в экспериментальных работах.
Показатели липидного обмена в плазме крови: общий холестерин (ОХС), холестерин липопротеинов высокой плотности (ХС-ЛПВП), холестерин фракции липопротеинов низкой и очень низкой плотности (ХС-ЛПНП + ХС-ЛПОНП), триглицериды (ТГ) определяли энзиматическим методом с использованием наборов «Biocon» (Германия) на биохимическом анализаторе «Labsystem» (Финляндия). Оценку тиреоидного статуса – концентрацию тироксина (Т4) и трийодтиронина (Т3), проводили иммунохемилюминесцентным методом с использованием наборов фирмы «Immunotech» (Чехия) на люминометре LM-01A (Bekman Coulter Company). Твердофазный иммуноферментный анализ (тИФА) аполипопротеинов А-I и В (апоА-I и апоВ) выполняли непрямым методом, описанным нами ранее [4]. Индекс атерогенности рассчитывали как отношение (ОХС – ХС-ЛПВП)/ХС-ЛПВП, индекс Авогаро – как отношение концентрации апоА-I к концентрации апоВ (апоА-I/апоВ) [6].
Липопротеины выделяли из плазмы крови методом изоплотностного ультрацентрифугирования в растворах KBr в присутствии 3 мМ ЭДТА-Na2 на центрифуге «Optima L-90K» («Beckman Coulter») с использованием углового ротора 70.1 Ti при 105000 g в течение 24 ч [11]. Получали две основные фракции липопротеинов: ЛПОНП + ЛПНП (0,94 Примечания: * – p
Источник
Объем крови у крыс
В медицинской биотехнологии постановка экспериментов при помощи моделирования патологических состояний, например ожогового повреждения кожи, имеет огромное значение для глубокого исследования крови и кроветворных органов [3]. Исходя из этого, необходимо тщательное и всестороннее изучение всех изменений, которые происходят в организме при этих воздействиях. Главным образом это относится к системам поддержания гомеостаза [2].
Ожоговые поражения кожи стали в современном мире одним из наиболее социально значимых и распространенных типов травматических повреждений у человека. Изучению вопроса реакции клеток крови на ожоги посвящен ряд исследований [1, 8].
Любое заболевание, патологический процесс, а также ряд физиологических сдвигов могут в той или иной степени отразиться на количественных и качественных особенностях состава циркулирующей крови [5]. Этим и определяется огромное значение необходимости изучения крови. Белые клетки крови, имея высокую реактивность, быстро включаются в адаптационные реакции. Они способны к неспецифическому реагированию в ответ на альтерирующие воздействия.
Термическая травма сопровождается развитием интоксикации. Кровь в первую очередь подвергается действию токсических веществ, возникших в очаге поражения [1].
Свой вклад в общее состояние системы организма вносят компоненты крови. Наиболее уязвимым объектом для действия продуктов свободнорадикального окисления липидов является стенка кровеносных сосудов, что обусловлено высоким уровнем кислорода в крови и низким уровнем его утилизации [9]. В условиях патологического процесса происходит поражение неклеточного компонента сосудистой стенки.
Цель исследования – изучение показателей периферической крови половозрелых крыс в норме и в условиях термического воздействия.
Материалы и методы. Объектом исследования явились 50 беспородных крыс-самцов 4-месячного возраста. Во время эксперимента регистрировали общее состояние и поведение животных. Самцы крыс были разделены на пять групп по типу воздействия:
I группа – животные, не подвергшиеся ожоговому воздействию (контрольная, 10 шт.);
II группа – животные, получившие ожоговое воздействие и не подвергшиеся терапии (10 шт.). Раны регенерировали естественным путем;
III группа – животные, получившие ожоговое воздействие и подвергшиеся терапии спреем «Д-Пантенол» (10 шт.);
IV группа – животные, получившие ожоговое воздействие и подвергшиеся терапии бальзамом мазевой формы «Спасатель» (10 шт.);
V группа – животные, получившие ожоговое воздействие и подвергшиеся терапии аппликациями настойки календулы (10 шт.).
Исследование морфологических и биохимических показателей периферической крови заключалось в определении количества лейкоцитов, количества эритроцитов, лейкоцитарной формулы, уровня гемоглобина, перекисной резистентности эритроцитов.
Уровень гемоглобина в образцах крови крыс определяли электрофотометрическим способом на гемоглобинометре APEL Hemoglobinmeter HG-202. Мазки фиксировали и окрашивали по Романовскому – Гимзе. Идентификация форменных элементов крови проводилась согласно методике Н. Т. Ивановой [4]. Количество эритроцитов крови подсчитывали по стандартной методике в камере Горяева. Количество лейкоцитов считали по мазкам крови крыс.
Для оценки уровня свободнорадикального окисления и выраженности в связи с этим липолитических процессов в крови проводили измерение перекисной резистентности эритроцитов. Перекисный гемолиз эритроцитов является чувствительным показателем, отражающим про– и антиоксидантный баланс организма [6].
Для определения перекисного гемолиза эритроцитов использовали модификацию методов определения степени перекисного гемолиза эритроцитов (ПГЭ) А. А. Покровского и А. А. Абразцова [7], которую предложили А. Е. Лазько, Р. И. Асфандияров и А. А. Резаев [4].
Результаты исследования и их обсуждение. Анализ гематологических исследований экспериментальных животных показал, что наиболее высокий уровень гемоглобина периферической крови наблюдался у крыс, лечившихся бальзамом «Спасатель» и спреем «Д-пантенол», что наглядно отображено в таблице 1. В группе крыс, лечившихся настойкой календулы, данный показатель незначительно отличался от значений у обожженных животных, не получавших лечения.
Гематологические показатели через 3 суток после ожоговой травмы
Источник