Введение лекарственных средств в брюшную полость
*Доп. оплачиваются расход. материалы: да
Доп. оплачивается амбулат. прием: да
Брюшная полость, тривиально называемая животом, ограничена
Изнутри брюшная полость выстлана особой оболочкой – брюшиной, по-другому называемой перитонеум.
Брюшина обильно снабжена нервами, а также кровеносными и лимфатическими сосудами. Лекарственные препараты, вводимые в брюшную полость, за счет адсорбции клетками брюшины быстро достигают максимальной концентрации в кровеносном русле. Поэтому данный способ введения лекарственных веществ по скорости наступления эффекта не уступает внутривенным инъекциям. Это позволяет использовать внутрибрюшинное введение препаратов при невозможности применения внутривенного, особенно при обезвоживании, возникающем при длительной диарее.
Несмотря на многие положительные стороны внутрибрюшинного введения, оно не лишено недостатков. Ввиду того, что брюшина обильно снабжена нервами, прокалывание ее инъекционной иглой доставляет болезненные ощущения. Инъекции в брюшную полость должны проводиться с предельной осторожностью, чтобы не повредить сосуды кишечника и брыжейки, что может привести к полостному кровотечению. Случайный прокол кишечника при наличии в нем газов может привести к попаданию его содержимого в брюшную полость, что может быть чревато развитием воспаления брюшины – перитонита. Не все препараты, предназначенные для внутривенного введения, пригодны для внутрибрюшинного введения, т.к. могут обладать местным раздражающим эффектом. Этот эффект не проявляется при введении в кровяное русло вследствие того, что препарат разбавляется кровью, но в брюшной полости жидкости недостаточно для его разбавления.
В отличие от внутривенного введения, внутрибрюшинное введение позволяет применять препараты в виде эмульсий или суспензий, что способствует поддержанию длительного терапевтического эффекта за счет медленного поступления их в кровь. Такие препараты недопустимо вводить внутривенно по причине угрозы возникновения эмболии. В отличие от внутримышечного и подкожного введения, внутрибрюшинно можно вводить большие объемы препаратов.
Владение специалистами ветеринарных клиник методом внутрибрюшинного введения позволяет эффективно применять различные препараты для скорого выздоровления пациентов.
Источник
Регламент
Методы введения лекарственных средств
Возможные пути введения фармацевтических веществ
Ознакомиться с методическими приемами и способами введения фармацевтических препаратов лабораторным животным.
Введение
Для формирования характерных токсически обусловленных патологических изменений у животных используются добровольные, полудобровольные и принудительные способы введения токсических веществ. Основным способом введения фармакологического вещества является способ, рекомендованный для клинического изучения. Введение веществ животным производится с учетом особенностей их анатомии, а также формы исследуемого вещества.
Методы введения фармацевтических веществ
Введение вещества зондом в желудок. С помощью зонда вводятся растворы , суспензии, эмульсии веществ в желудок. Такое введение имитирует пероральное потребление препарата человеком, но по сравнению с другими способами введения в пищеварительный тракт животным (с кормом или с питьевой водой) обеспечивает более точное дозирование вещества, чем добавление фармакологического вещества в корм. Количество фармакологического вещества, получаемого животным за один прием, рассчитывают на единицу массы тела животного в пересчете на действующее вещество (можно вести расчет на единицу поверхности тела). Фармакологическое вещество вводят в виде субстанции и той лекарственной формы, которая будет передана в дальнейшие клинические исследования.
Интраназальное введение. В полость носа вводят тоненький пуговчатый зонд или мочевой катетер, соединенный со шприцем.
Ректальное введение. Предварительно освобождают ампулу прямой кишки от фекальных масс, для чего ставят очистительную клизму. При помощи мочевого катетера, введенного в прямую кишку на глубину 4-5 см, вводят исследуемый раствор, подогретый до температуры тела животного.
Кожное введение. На коже, лишенной волосяного покрова, делают насечки скальпелем, скарификационной иглой или наждачной бумагой, после чего наносят исследуемый материал.
Внутрикожное введение. В задней части спины или на животе выбривают шерсть или удаляют волосяной покров при помощи депилятора. Тоненькую иглу вводят в кожу на 1-3 мм, после чего инъецируют исследуемый раствор.
Внутримышечное введение чаще всего производят в мускулатуру бедра. Прокол делают в освобожденный от волос и продезинфицированный участок кожи. Эту рекомендацию следует соблюдать и при внутрибрюшинном введении.
Внутрибрюшинное введение. Фиксированную крысу опускают вниз головой. Кожу живота каудальнее пупка берут в складку и у его основания прокалывают брюшную стенку, держа иглу перпендикулярно. В дальнейшем проводят иглу по ходу складки и производят инъекцию. При взятия брюшной стенки живота и во время введения иглы по направлению складки, внутренние органы предохраняются от повреждающего воздействия иглы.
Внутривенное введение. Внутривенные инъекции производят в боковую вену хвоста тонкой иглой. Для расширения вен хвост протирают ваткой, смоченной теплой водой, или отпускают в теплую воду (45-55⁰C). Место укола высушивают и дезинфицируют. Прокол делают по возможности периферийнее, причем игла должна идти поверхностно по ходу вены.
Внутрисердечное введение. У наркотизированного животного выстригают шерсть в области предполагаемого укола и дезинфицируют кожу. Пальпаторно определяют место конечного толчка сердца. На 1 см краниальнее от установленной точки, отступив на 1-2 мм от левого края грудины, делают укол, держа иглу вертикально.
Субокципитальное введение производят наркозированным животным. Животному максимально сгибают голову. Между затылочным бугром и остистым отростком атланта иглой производят пункцию. Предварительно извлекают 0,1-0,2 мл спинномозговой жидкости.
Сводная таблица допустимых объемов введения веществ животным
| Способ введения | Мыши | Крысы | Морские свинки | Кролики | Кошки | Собаки |
| Внутрижелудочное введение | До 1,0 мл | До 5,0 мл | До 5,0 мл | 15,0 мл | -//- | 15,0 мл |
| Интраназальное введение | До 0,1 | До 0,4 мл | 0,2-0,4 мл | До 4,0 мл | До 4,0 мл | До 4,0 мл |
| Ректальное введение | До 0,5 | До 1,0 мл | До 4,0 мл | 5,0-10,0 мл | 3,0-8,0 мл | -//- |
| Кожное введение | -//- | -//- | -//- | -//- | -//- | -//- |
| Внутрикожное введение | До 0,05 мл | 0,02-0,04 мл. | -//- | До 0,1 мл | -//- | -//- |
| Подкожное введение | До 1,0 мл | До 10,0 мл | До 15,0 мл | До 30,0 мл | До 10,0 мл | 5,0-20,0 мл |
| Внутримышечное введение | До 0,5 | До 5,0 мл | До 5,0 мл | До 15,0 мл | 5,0 мл | 10,0-15,0 мл |
| Внутрибрюшинное введение | До 1,0 мл | До 5,0 мл | До 5,0 мл | 20,0-30,0 мл | 5,0-15,0 мл | 20,0 мл |
| Внутривенное введение | 0,2-0,5 | До 2,0 мл | До 5,0 мл | До 20,0 мл | 5,0 мл | 10,0-20,0 мл |
| Внутримозговое введение | До 0,02 мл | -//- | -//- | До 0,4 мл | -//- | -//- |
| Субокципитальное введение | -//- | 0,05-015 мл | -//- | До 0,5 мл | -//- | -//- |
| Внутрисердечное введение | До 0,1 мл | До 1,0 мл | -//- | 4,0-5,0 мл | -//- | 2,0-10,0 мл |
Рекомендуемые размеры игл для введения веществ разными путями
| Вид | в/к | п/к | в/м | в/в | в/б |
| Мышь | 27G | 25G | 27G | 26-28G | 25-27G |
| Крыса | 27G | 25G | 25G | 25-27G | 23-25G |
| Морская свинка | 25G | 23-25G | 25G | 25-27G | 23-25G |
| Хомяк | 25G | 25G | 25G | 25-27G | 23-25G |
| Кролик | 25G | 21-25G | 25G | 23-25G | 21-23G |
в/к-внутрикожно; п/к-подкожно; в/м-внутримышечно; в/в-внутривенно; в/б-внутрибрюшинно
Список литературы
1. Каркищенко Н.Н., Грачева С.В., «Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях», М.:Профиль–2С, 2010 241 с.
2. Хабриев Р.У., «Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ», Второе изд., перераб. и доп. — М.: Медицина, 2005. — 832 с.
3. Западнюк И.П., Западнюк В.И., Захария Е.А., Западнюк Б. В. «Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте», 3-е изд., перераб. и доп. Киев: Вища школа, 1983.- 383 с.
Источник
Наркоз, введение веществ крысам
Наркоз, введение веществ крысам.
Наркоз. Для длительного обездвиживания наркотизированных крыс привязывают к операционному столику или к специальному станку. Ингаляционный наркоз у крыс с осторожностью можно проводить при помощи этилового эфира. Животное помещают под небольшой колпак, в камеру или эксикатор, куда кладут ватку, смоченную эфиром, и следят за наступлением наркоза. При помещении крыс (или мышей) в эксикатор или камеру для предотвращения удушья в них следует подавать воздух или кислород. При выполнении операций на сердце, легких, аорте крысы должны находиться на искусственном дыхании и у них проводят эндотрахеальный наркоз. Техника интубации трахеи у мелких лабораторных грызунов (хморских свинок, крыс и мышей), приспособления и устройства для ведения искусственного дыхания и эндотрахеального наркоза описаны А.X. Коганом (1978). Неингаляционный наркоз вызывают подкожным или внутрибрюшинным введением этаминала (внутрибрюшинно 40—50 мг/кг), барбамила (подкожно — 50—80 хмг/кг), хлоралгидрата (200—250 мг/кг) и других наркотиков. Способы введения исследуемых и лекарственных веществ. Оральное введение. Для введения в организм белой крысы порошкообразных веществ приготавливают пилюли, смешивая исследуемые вещества с мукой, хлебом или растворяя их в молоке. Пилюли дают подопытным крысам, рассаженным в отдельные клетки. Если животные отказываются поедать пилюли или молоко с примешанными препаратами, прибегают к принудительному введению при помощи зонда. Успокоенную крысу берут левой рукой за кожу в области затылка таким образом, чтобы большой палец находился у угла рта крысы. Левой ладонью слегка прижимают животное к столу и обездвиживают. Голову крысы кладут на левую сторону. Большой палец отодвигают кверху и назад, открывают при этом рот и начинают вводить резиновый зонд диаметром 2—3 мм, предварительно смоченный глицерином. Зонд должен идти над языком, по возможности ближе к щекам. Если продвижение зонда встречает препятствие, то его следует вынуть и вновь попытаться ввести. Вместо резинового зонда удобно пользоваться металлическим, изготовленным из иглы для шприца. Для этого острый конец иглы стачивают и на него напаивают головку из олова.
Полученный зонд следует слегка дугообразно изогнуть. Введение металлического зонда в желудок крысы не является затруднительным. Приученных к этой манипуляции крыс левой рукой удерживают за кожу в области затылка, придав им положение головой вверх. Большим и указательным пальцами натягивая щеки, открывают крысе рот. Металлический зонд, надетый на шприц и находящийся в правой руке, начинают вводить по задней стенке глотки, затем голову животного слегка опрокидывают кверху и назад (для этого указательным пальцем левой руки натягивают кожу головы в области затылка или между ушами), а зонд продвигают по ходу пищевода. Когда головка зонда находится в области шейного изгиба, то наружный конец его следует немного опустить (рис. 76). Обычно зонд проходит свободно и его введение не сопровождается осложнениями. Необходимо тщательно следить, чтобы головка зонда не имела острых выступов, Допустимо вводить до 1,5 мл жидкости.
Кожное введение. На коже, лишенной волосяного покрова, делают насечки скальпелем, скарификационной иглой или наждачной бумагой, после чего наносят исследуемый материал. Внутри кожное введение. В задней части спины или на животе выбривают шерсть или удаляют волосяной покров при помощи депилятория. Тоненькую иглу вводят в кожу на 1—3 мм, после чего инъецируют исследуемый раствор в количестве 0,02—0,04 мл. Подкожное введение. Помощник фиксирует животное. Шерсть на предполагаемом месте укола выстригают и дезинфицируют кожу. На спине или сбоку пальцами левой руки приподнимают кожу в виде складки, в основание которой затем делают укол. Иглу проводят параллельно складке. При введении больших количеств жидкости направление иглы нужно менять несколько раз. Взрослой крысе допустимо вводить под кожу до 10 мл жидкости. Внутримышечное введение чаше всего производят в мускулатуру бедра. Внутримышечно можно вводить до 5 мл жидкости. Прокол делают в освобожденный от волос и продезинфицированный участок кожи, чего нужно придерживаться и при внутрибрюшинном введении.
Внутрибрюшинное введение. Фиксированную крысу опускают вниз головой. Кожу живота каудальнее пупка берут в складку и у его основания прокалывают брюшную стенку, держа иглу перпендикулярно. В дальнейшем проводят иглу по ходу складки и производят инъекцию. Взятие брюшной стенки живота в складку и введение иглы по направлению складки предохраняют от повреждения иглой внутренние органы. Внутрибрюшинно можно вводить крысам до 5 мл жидкости. Внутривенное введение. Внутривенные инъекции производят в боковую вену хвоста тонкой иглой. Животное фиксируют одним из описанных способов. Для расширения вен хвост протирают ваткой, смоченной теплой водой, или опускают в теплую воду (45— 55 0C). Место укола высушивают и дезинфицируют. Хвост удерживают пальцами левой руки, а в правой держат шприц. Помощник сдавливает вену у корня хвоста. Прокол делают по возможности периферичнее, причем игла должна идти поверхностно по ходу вены. Если инъецированная жидкость не встречает сопротивления и в месте нахождения кончика иглы не отмечаются вздутия под кожей, то это указывает, что игла находится в сосуде (рис. 77).
Как и у морских свинок, внутривенное введение можно производить в дорсальную вену полового члена. Взрослым белым крысам внутривенно допустите вводить до 6 мл жидкости. Внутрисердечное введение. Пункция сердца описана ниже. Инъекцию следует проводить медленно. Внутрисердечно крысам допустимо вводить не более 1 мл жидкости. Субокципитальное введение производят наркотизированным животным. Техника проведения субокципитальной пункции такая же, как и у морских свинок и кроликов. Предварительно извлекают 0,1—0,2 мл спинномозговой жидкости. Допустимо вводить 0,05—9,15 мл жидкости. Для проведения инъекций у крыс используют иглы толщиной 0,45 мм.
Источник